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关键词：青光眼
【摘要】 人们对眼压升高致视神经损害提出了机械学说和血流学说，但随着对青光眼神经损害机制研究的深入，发现兴奋性神经递质谷氨酸在视网膜神经节细胞损伤中起着重要作用，且神经节细胞是以凋亡的方式死亡的。本文就谷氨酸致视网膜神经节细胞凋亡以及其可能的防治方法等方面进行综述。
【关键词】 视网膜神经节细胞；谷氨酸；凋亡
青光眼是严重损害视力的常见眼病，其发病率占全民的1%，所以一直是眼科工作的重点和难点，但目前对该病的病因和发生发展机制上不十分清楚，长期以来人们对青光眼关注的唯一目标是眼压，并就眼压升高对视神经的损害提出两个学说：机械学说和血流学说。这些学说认为高眼压对眼球内部组织，特别是对神经的压迫，超过了它的承受限度，直接影响视神经的功能；另外又压迫从筛板通过的神经纤维，使节细胞轴浆流动受阻，神经营养因子不能流向胞体，导致细胞正常代谢障碍而死亡。血流学说认为青光眼视神经损害的部分原因是由于视乳头的血流异常所致［1］，近年来采用彩色多普勒、激光多普勒测速仪检查发现青光眼视网膜及眼动脉的血流存在异常，以慢性单纯性青光眼为多［2］。
1 谷氨酸在青光眼发生发展中的作用
随着对青光眼神经损害的研究深入，发现视神经损害是以视网膜神经节细胞(RGC)凋亡的形势发生的［3～4］，而导致青光眼神经损害，即视网膜神经节细胞凋亡的主要因素是谷氨酸。近年来针对视网膜缺血缺氧后兴奋性氨基酸(EAA)释放过多，EAA受体敏感性增高，人们提出“兴奋毒性”这一概念。谷氨酸是中枢性神经递质，同时也是视网膜主要的神经递质［5］，它主要存在于神经末梢谷氨酸囊泡内，释放后作用于其受体，很快被酶降解和神经元胶质细胞重摄取而清除。谷氨酸是视网膜的主要兴奋性递质，它在神经元内以较高浓度存在，在局部（突触内）短暂释放，正常情况下不引起毒性。但在眼压升高时，视网膜缺血缺氧，引起谷氨酸大量释放，对视网膜神经节细胞产生毒性作用。由于下面3种原因引起细胞外谷氨酸浓度升高：（1）升高的压力作用于细胞体造成受损细胞细胞膜的通透性增加，细胞外谷氨酸增加；（2）Müller细胞具有清除谷氨酸的功能，在高眼压缺血缺氧时损害了Müller细胞的功能，清除减少；（3）死亡细胞崩解溢出大量的谷氨酸［6］。谷氨酸对视网膜的损伤机制：细胞间隙大量谷氨酸过度刺激突触后神经元细胞膜上对应的受体，受体门控离子通道开放，使Ca2+、Na+、Cl-、水进入细胞内，水钠潴留，导致神经元细胞水肿坏死，细胞外高K+、低Na+进一步加重神经元损伤；同时细胞内Ca2+重新分布；谷氨酸刺激细胞表面受体，尤其是NMDA受体后，引起大量Ca2+内流，大量Ca2+激活了钙敏感酶，如核酸内切酶、蛋白激酶C、一氧化氮合成酶（NOS）等。NOS催化L-精氨酸合成一氧化氮（NO）,NO可直接对邻近细胞产生毒性，同时合成毒性复合物ONOO-及其他氧自由基，导致神经节细胞死亡；酸中毒也加重损伤。Lucas等［7］给小鼠皮下注射谷氨酸发现引起视网膜神经节细胞和内核细胞神经元的损伤和死亡，Vorwerk等［8］在鼠玻璃体腔内每隔5天注射2.5mmol/L的谷氨酸1μl，连续3个月，RGC数为56000±9600，而对照组RGC数为96500±8500,Dryer等［6，9］报道青光眼患者玻璃体中谷氨酸的浓度是白内障患者玻璃体中谷氨酸浓度的2倍；实验性猴青光眼玻璃体中谷氨酸浓度为（59.7±1.3）μmol/L，视网膜表面是（80.3±7.8）μmol/L，而正常猴玻璃体和视网膜表面的谷氨酸浓度分别为（12.3±1.5）μmol/L和（12.3±2.3）μmol/L。但值得一提的是也有文献报道NMDA受体激活不是通过电压门控依赖钙通道引起钙内流；钙离子通道阻滞剂尼群地平不能减少谷氨酸介导的钙离子升高；且钙离子进入细胞内的机制不同，对神经元的毒性也不同：Ca2+通过谷氨酸受体进入细胞可导致细胞的死亡［10］，而K+［11］或氰化物［12］也可使Ca2+浓度增加，却对神经元无毒性。因此导致神经元死亡的钙离子升高的机制和来源还不完全清楚。
2 谷氨酸受体拮抗剂及其作用
针对谷氨酸对视神经细胞损伤机制，可采取各种相应的保护措施：（1）针对视网膜的缺血缺氧造成的能量耗竭和营养不足，给予扩血管药及能量补充，如氟吡汀，能提高视网膜ATP水平；（2）也可通过突触后抑制的途径，减少谷氨酸的释放；（3）应用钙通道阻滞剂，如维拉帕米、硝苯地平等，阻滞Ca2+内流造成的细胞内Ca2+的蓄积，减少NO及各种氧自由基的产生，同时通过Na+-Ca2+交换机制，减少Na+内流，从而减少水Na+潴留；（4）谷氨酸受体拮抗剂的使用。一般谷氨酸受体分5种，即N-甲基-D-天门冬氨酸盐（NMDA）受体，α-氨基-3-羟基-5-甲基-4-异恶唑丙酸（AMPA）受体，海仁藻（KA）受体，α-氨基-4-磷定酸（L-AP4）受体及亲代谢性受体，后4种又称为非NMDA受体。目前一些研究证实NMDA受体在神经节细胞毒性中起主要作用［13～15］。抑制谷氨酸和受体结合可保护视神经，其作用原理是抑制谷氨酸对受体的刺激，尤其是对NMDA受体的刺激，不使门控离子通道大量开放，Ca2+不能大量内流而激活其他的酶，不产生大量NO，抑制DNA的降解等损伤机制，保护细胞。NMDA受体抑制剂有MK-801、右美沙芬、美金刚等。MK-801是非竞争性NMDA受体拮抗剂，是剂量依赖性，但其有神经毒性，可引发运动障碍，空间学习能力下降，临床医用受到限制［16］。美金刚也是一种非竞争性受体拮抗剂，它对谷氨酸的毒性抑制是电压依赖性，对高浓度NMDA抑制比低浓度更强，当谷氨酸达到毒性浓度时起到阻滞作用。而该药在临床上用于抗帕金森病已有20年历史，相对副作用小，有希望成为治疗青光眼的理想药物［6］。
3 视网膜神经节细胞的损害与凋亡
大量研究发现视网膜神经节细胞死亡是以凋亡形势发生的。凋亡是指有核细胞在一定条件下，通过启动其自身内部机制（主要是通过内源性DNA内切酶的激活）而发生的一种自然死亡的过程。它不同于坏死，是在生理状态下，发生在单个细胞的死亡，死亡时无溶酶体释出，无渗出性炎症，无瘢痕形成，形成细胞凋亡体。DNA断裂发生在核体间。原位缺口翻译技术（ISNT），脱氧核糖核苷酸末端转移酶介导的缺口末端标记技术（TUNEL）及琼脂凝胶电泳产生的梯形现象都是特征性DNA片断的具体应用［17］。
Kerrigan等［4］研究原发性开角型青光眼18眼，有10眼TUNEL阳性，而对照组21眼仅有1眼阳性，高出对照组15.2倍。细胞凋亡是基因表达的结果，与凋亡有关的基因有bcl-2家族，bcl-2,bcl-x为抗凋亡因子［18，19］，bax是凋亡因子［20］；ICE家族、ICE及17kb是凋亡因子［21，22］；转录因子brn-3b、c-jun以及营养因子等均参与凋亡的调控［23］。细胞凋亡是以Caspase激活起始的，Caspase是一族蛋白酶系统，各种凋亡刺激使线粒体功能及通透性发生改变，导致细胞色素C释放，细胞色素C与人细胞凋亡蛋白激活因子-1（APAFL）结合，在dATP参与下结合Caspase 9前体，激活Caspase 9，活化的Caspase 9激发Caspase级联反应，活化的Caspase可以激活核酸内切酶，后者使DNA以180bp为单位酶解；同时活化的Caspase也可对核膜薄层蛋白酶解，从而使细胞凋亡。在凋亡过程中，凋亡基因的调控发挥着重要作用。例如有实验证明促进bcl-2表达可提高细胞凋亡的阈值，增加细胞抵抗各种凋亡刺激的能力。Bonfanti［24］等研究发现新生bcl-2转基因鼠自然死亡的视网膜神经节细胞数明显少于野生鼠，转基因鼠视网膜神经节细胞90%能存活至成年，而野生鼠仅40%存活至成年；在视神经切断术24h后野生鼠视网膜神经节细胞50%发生变性，而转基因鼠节细胞全部存活。bcl-2和bax在细胞内正常情况下处于平衡状态，当细胞受到死亡刺激时，bcl-2减少或bax增加，使细胞凋亡。由此可见，转基因治疗在青光眼的神经保护方面是很有希望的。但是在青光眼视网膜神经节细胞凋亡过程中，其信号传导、线粒体的变化和Caspase的级联反应机制还不十分清楚。
近年来许多研究表明谷氨酸兴奋毒性是触发缺血缺氧视网膜神经节细胞凋亡级联反应最主要的因素［25，26］，通过视网膜神经节细胞凋亡来理解青光眼发病及损害，可综合为以下途径（见图1）：（1）神经营养素及受体的缺失；（2）通过谷氨酸及其受体-Ca2+-NO和氧自由基途径图1 视网膜神经节细胞凋亡过程
4 总结
视网膜神经节细胞的凋亡与基因表达的关系尚未起步，现认为谷氨酸释放、Ca2+内流可能使神经营养素改变，而神经营养素、NO、氧自由基可能调控谷氨酸的释放，而谷氨酸、Ca2+、NO、自由基又可作为凋亡的刺激因素，通过一系列信息传递激活凋亡基因，触发凋亡，构成恶性循环。谷氨酸及其受体抑制剂的研究有可能打破此循环，有效的保护视网膜神经节细胞。从青光眼神经细胞凋亡的机制入手，阻断其使动因素以及调控基因的控制研究，将在今后青光眼研究的深入发展中起到很大的促进作用，为青光眼的治疗展现一个广阔的前景。
【参考文献】
1 Flammer J. The vascular concept of glaucoma. Surv Ophthalmol,1994,38:3-6.
2 Rankin SJ, Walman BE, Buckley AR, et al. Color doppler imaging and spectral analysis of the optic nerve vasculature in glaucoma. Am J Ophthalmol,1995,119:685-693.
3 Okisaka S, Murakami A, Mizukawa A, et al. Apoptosis in retinal ganglion cell decrease in human glaucomatous eyes. Jpn J Ophthalmol,1997,41:84-88.
4 Kerrigan LA, Zack DJ, Quigley HA, et al. TUNELpositive ganglion cells in human primary openangle glaucoma. Arch Ophthalmol,1997,115:1031-1035.
5 Dowling JE(著)，吴淼鑫,杨雄里(译).视网膜.上海:上海医科大学出版社,1989,73-96.
6 Dreyer EB, Zurakowski D, Schumer RA, et al. Elevated glutamate levels in the vitreous body of humans and monkeys with glaucoma. Arch Ophthalmol,1996,114:299-305.
7 Lucas DR, Newhouse JP. The toxic effect of sodium Lglutamate on the layers of the retina. AMA Arch Ophthalmol,1957,58:193-201.
8 Vorwerk CK, Lipton SA, Zurakowski D, et al. Chronic lowdose glutamate is toxic to retinal ganglion cells. Toxicity blocked by memantine. Invest Ophthalmol Vis Sci,1996,37:1618-1624.
9 Dreyer EB. A proposed role for excitotoxicity in glaucoma. J Glaucoma,1998,7:62-67.
10 Jensen A, Garnier Y, Middelanis J, et al. Perinatal brain damage from pathophysiology to prevention. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol,2003,22(9):110-114.
11 Tymianski M, Wang LY, Mac Donald JF. Alteration of neuronal calcium homeostasis and excitotoxic vulnerability by chronic depolarization. Brain Res,1994,648:291-295.
12 Dubinsky JM, Rothman SM. Intracellular calcium concentrations during “chemical hypoxia” and excitotoxic neuronal injury. J Neurosci,1991,11:2545-2551.
13 Lam TT, Siew E, Chu R, et al. Ameliorative effect of MK-801 on retinal ischemia. J Ocul Pharmacol Ther,1997,13:129-137.
14 Siliprandi R, Canella R, Carmignoto G, et al. NmethylDaspartateinduced Neurotoxicity in the adult rat retina. Vis Neurosci,1992,8:567-573.
15 Sucher NJ, Aizenman E, Lipton SA. NmethylDaspartate antagonists prevent kainate neurotoxicity in rat retinal ganglion cells in vitro. J Neurosci,1991,11:966-971.
16 宋革，杨新光.视网膜神经节细胞谷氨酸毒性的防护研究.国外医学·眼科学分册,2000,24:224-227.
17 张德秀，史传衣.细胞凋亡与青光眼.西安医科大学学报,2000,21:191-193.
18 Chierzi S, Cenni MC, Maffei L, et al. Protection of retinal ganglion cells and preservation of function after optic nerve lesion in bcl-2 transgenic mice. Vision Res,1998,38:1537-1543.
19 Levin LA, Schlamp CL, Spieldoch RL, et al. Identification of the bcl-2 family of genes in the rat retina. Invest Ophthalmol Vis Sci,1997,38:2545-2553.
20 Isenmann S, Stoll G, Schroeter M, et al. Differential regulation of bax, bcl-2, and bcl-X proteins in focal cortical ischemia in the rat. Brain Pathol,1998,8:49-62.
21 Lucius R, Sievers J. YVAD protect postnatal retinal ganglion cells against axotomyinduced but not free radicalinduced axonal degeneration in vitro. Brain Res Mol Brain Res,1997,48:181-184.
22 Kermer P, Klocker N, Labes M, et al. Inhibition of CPP32-like proteases rescues axotomized retinal ganglion cells from secondary cell death in vivo. J Neurosci,1998,18:4656-4662.
23 陈飞，魏厚仁.关于视网膜神经节细胞凋亡的最新进展.国外医学·眼科学分册,1999,23: 134-137.
24 Bonfanti L, Strettoi E, Chierzi S, et al. Protection of retinal ganglion cells from natural and axotomyinduced cell death in neonatal transgenic mice overexpressing bcl-2. J Neurosci,1996,16 (13):4186-4194.
25 Jeon GS, Kang TC, Park SW, et al. Microglial responses in the avascular quail retina following transaction of the optic nerve. Brain Res,2004,1023:15-23.
26 Napankangas U, Lindqvist D, Lindholm D, et al. Rat retinal ganglion cells upregulate the pro-apoptotic BH3-only protein bim after optic nerve transaction. Brain Res Mol Brain Res,2003,120:30-37.
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